5．3 精子运动的测量
5．3．1 活动精子的计数测定
活动精子的计数需要借助精子计数板（池），常用的有血细胞计数板、Makler精子计数板、Macro计数板、Microcell计数池等。
（1）血细胞计数板：又叫牛鲍氏计数板（图5．3），用于精液分析已有50余年的历史，是WHO推荐使用的精子计数工具，国际上被认为是精子计数的“金标准”，目前仍是我国绝大多数医疗机构精液分析的主要工具［12］。
图5．3 血细胞计数板
标准的血细胞计数板的计数池深0．1mm［13］，计数时视精子密度的高低对精液进行不同比例的稀释，一般稀释20倍。精液与稀释液充分混匀后将标本注入池中，静置5分钟，待精子完全沉至标本池底部后，镜下按血细胞计数法计数4个角和中间1个方格内的活动精子数，最终换算为每毫升活动精子数。此外尚有一种改良的诺氏血细胞计数板［14］，中央有25个大方格，每个大方格又有16个小方格，计数方法同标准血细胞计数板［15］。
不少学者对血细胞计数板的精确度进行了研究，结果不尽相同［14，16～22］。有报道其用于精子计数时结果差异较大［19，22］，这可能与其样本计数前需要稀释有关，亦会受环境条件、加样及分析时间的影响。目前认为，血细胞计数板仅能用于活动精子数量的检测，而不能分析精子的活动能力大小、运动轨迹和速度等反映精子运动功能的指标，更不能用于CASA系统［18］。
图5．4 Makler精子计数板（徐建平，1997）
（2）Makler精子计数板（图5．4）：简称Makler板，是1978年以色列学者Makler研制的一种专用于未稀释精液分析的计数板。Makler板由底盘和盖板两部分组成，底盘是一块金属圆板，中央为光学玻璃载物平台，四周有4根石英圆柱体支柱，高出载物平台10μm。盖板为四周镶嵌了金属的玻璃，中央刻有100个0．1mm×0．1mm的小方格。分析时，将液化后充分混匀的精液5μl滴于载物平台上，盖上盖板后对光观察；如在4根支柱处都出现相同的牛顿干涉环，说明盖板与支柱完全接触，盖板与平台之间的间隙正好10μm；否则这两者的距离将＞10μm，造成计数结果偏高。10μm的间隙恰好能容纳一层精子而又不影响精子在水平方向的自由运动；使所有精子处于同一焦点平面，避免了精子相互重叠带来的误差［15］。
使用Makler板，精液不需要稀释，镜下随机计数10～20个小格的精子数（活动的与不活动的），计算出精子的密度与活动百分率。如在相差或暗视野显微镜下，配以显微照相进行单点多次或持续曝光，可以从照片上直观地了解到精子的运动状态（运动速度和运动方式），进行精子活动力分级，也能计算出活动精子的密度和活动精子百分率。Makler板还可用于CASA系统［15］。Makler板特点是简便、快速，精液不需要稀释，一次加样不但可计数活动精子密度，与血细胞计数板对活动精子密度分析有很好的一致性；还可分析精子的活动力和活动率，但其缺点是费时费力，需要有经验的医生才能够进行操作，而且制作工艺要求高、价格昂贵。
（3）Macro计数板：Makler板在国外已相当普及，但由于其价格昂贵并需要使用带有长焦距的高级显微镜，在我国推广较慢。徐建平、徐元诚等在参照Makler板的基础上，研制生产了Macro精子计数板（简称Macro板），专门用于精液分析（图5．5）。同Makler板一样，Macro板由底盘和盖板两部分组成。底盘为75mm×35mm的长方形金属（或玻璃）盘，中心为直径8．5mm的光学玻璃载物平台，中央刻有100个0．1mm×0．1mm的小方格，周围有三个等高的抛光球面支柱，高出平台10μm，盖板厚度为0．35～0．37mm，适用所有显微镜40倍物镜下观察［15，21］。徐建平等［21］的研究表明，无论活动精子密度计数，还是活动精子率和精子运动速度分析，Macro板与Makler板之间均无差异。在一定的密度范围内，Macro板和Makler板与血细胞计数板计数活动精子密度无显著性差异。Macro板价格相对较低，可用于普通显微镜，有利于推广普及。
（4）Microcell计数池：1990年由Ginsburg和Armant发明，专用于精液分析［18］。其结构是：在载玻片上用环氧树脂粘上一层一定厚度的疏水性材料，上面覆盖玻片，载玻片与盖玻片之间有固定的距离（有12，20和50μm共3种规格，以20μm最为常用）。分析精液时，取10μl标本从盖玻片的边缘注入，疏水性材料通过毛细作用将精液充满载玻片与盖玻片之间的空隙，并将其中的空气赶出。计算方格刻在目镜上，镜下可直接计算出活动精子的密度和活动率。同样，Microcell计数池也可用于CASA系统［15］。
图5．5 Macro精子计数板（徐建平，1997）
（5）Cell－VU计数池：Cell－VU计数池是由一个特别设计的标准（3×1）载玻片与表面被激光蚀刻有计数网格的盖玻片组成。载玻片和盖玻片都被清楚地标记以保证正确使用。盖玻片的1mm×1mm网格被均分为100个0．1mm×0．1mm小方格，而且薄得足以在高倍镜下无须特别的接合器或网格。载玻片由两个计数板组成（允许进行2个样本的测试），每个计数板的深度均为20μm。这个优化的深度形成的单层精子细胞，使精子的运动不受阻碍，且易于进行活动精子计数［23］。Cell－VU计数池可一次性或反复多次使用，用于未稀释标本的活动精子计数。有研究表明，Cell－VU计数池的准确性和精子密度均优于血细胞计数板和Makler计数板［23～25］。
5．3．2 精子活动力等级评定
（1）精子活动力检测过程［11］
1）将精液样本混匀；
2）拌匀后在精子沉淀之前，立即取出一等份；
3）再次拌匀余下精液样本，再取出另一等份；
4）将两份样本分别滴于大约20μm深的湿制剂的载玻片上；
5）待样本停止上浮（60秒内）；
6）用200倍或400倍的相差显微镜观察载玻片；
7）每等份标本至少观察5个视野，评估200个精子，以计算不同运动类型精子的百分比；
8）若两等份的结果之间的差异在95%可信区间内，可记录下数据；如果两个样本之间的差异过大，则应重新混匀标本后重复取样检查。
注意事项：①该过程应在室温或者显微镜载物台预先加热至37℃的试验室内进行；如果在37℃下进行评估，精液样本需在37℃环境中放置一段时间，并且制作标本的载玻片、盖玻片也应预热至37℃。②建议采用带有网格线的目镜以便选择观察区域，先计数前向运动精子，然后计数非前向运动精子，最后评估完全不动精子数。③精子活力评估应在精液样本液化后尽快（最好在30分钟之内）进行，务必在射精后1个小时之内完成。防止时间过长，这样不致于因脱水、pH值及温度的变化对评估结果产生负面影响。
（2）精子活动力等级评定：对精子运动能力的评定，传统的方法主要是采用精子活力等级测量。第四版《WHO人类精液检验与处理实验室手册》（以下简称WHO《精液实验室检测手册》）推荐的分类标准将精子活力分为a，b，c，d四级［12］：
a级，快速前向运动，即37℃时速度≥25μm／s，或20℃时速度≥20μm／s；25μm大约相当于5个精子头的长度或半个精子尾的长度；
b级，慢速或呆滞的前向运动；
c级，非前向运动；
d级，不动。
精子前向运动率为a＋b级精子数占总精子数百分率，精子活动率为a＋b＋c级精子数占总精子数的百分率。正常参照区间：正常精液采集后60分钟内，a级精子≥25%，a＋b级精子≥50%，精子活动率（a＋b＋c级）≥60%；a级精子＜25%，a＋b级精子＜50%时，为精子活力降低，称为弱精子症，可成为男性不育的原因。
WHO第四版《精液实验室检测手册》还提供了另一个备选的分类标准，将精子活力分为a，b和c三级：
a级，前向运动；
b级，非前向运动；
c级，不动。
精子活动率为a＋b级精子数占总精子数的百分率。
2010年第五版《WHO人类精液检验与处理实验室手册》对于精子活力的评定，较之前的版本有了较大的变化，建议采用一个相对简单的精液运动分类标准［25］：
前向运动性（progressive motility，PR）：精子运动活跃、线性运动或者在较大的范围内运动（不考虑运动的速度）。
非前向运动（non－progressive motility，NP）：其他类型的精子运动，精子虽运动，但缺乏前向性，如精子运动范围较小、仅有头部轻微移位或仅有鞭毛摆动。
不动型（immotility，IM）：精子完全不动。
WHO第五版《精液实验室检测手册》将PR≥32%、（PR＋NP）≥40%作为精子活动力的参考值下限，低于此下限时受孕的机会较低。
WHO第五版《精液实验室检测手册》认为［25］：①实验人员很难根据精子的运动速度客观准确地判断观察到的精子运动应该该归到哪个等级；②考虑到讨论精子活动率时，细分精子活动率（PR＋NP）和前向运动精子率（PR）非常重要，因此WHO第五版《精液实验室检测手册》修正了之前的版本将前向运动的精子根据运动速度的快慢进行细分的方法。
5．3．3 精子运动特征的测量方法
（1）传统人工精子运动能力分析：是由有经验的医生通过生物显微镜放大精液样本图像，观察一定数量的精子，计数一定的时间内精子运动经过的距离，然后计算平均值。该法和精子活力等级评定相似，是直接由医生根据肉眼凭经验计算获得。这种人工的计数方法主观性强、准确性低、重复性差，而且操作医生需要经过特殊训练和长期实践的经验［5，26］。
（2）定时曝光显微摄影术：除了运动速度，人们对精子运动的类型也越来越感兴趣，故建立了定时曝光显微摄影技术。该方法更适合于临床常规应用，随后又与精子头侧摆幅度（ALH）测定结合起来。(https://www.daowen.com)
定时曝光显微摄影技术采用暗视野显微镜对运动中的精子进行定时曝光拍照，根据不同精子留下的轨迹长度，求得它们运动的速度。该方法的缺点是曝光时间太长、轨迹粗，重叠后不易辨认；而单纯缩短曝光时间，精子运动的轨迹又太短，难于比较运动的差异［27］。早期研究是通过测量精子在1秒的曝光时间内运动轨迹的长度来测算其速度的，这也为大多数研究人员所采用。后来出现了另一种推算精子速度的方法，即根据精子运动轨迹在放大的负片上穿过其对角线的频率来计算［3］。
定时曝光显微摄影术分析能够可靠地测量直线速率（VSL）与精子头侧摆幅度（ALH）。直线速率是通过测量定时曝光显微摄影术胶片或一次成像照片上精子活动轨迹两端的直线距离而得。精子头侧摆幅度可用多种方法测量，通常是在精子轨迹上取2～3个点，测量其宽度，所得值均数，即为头侧摆幅度。鞭打频率（BCF）却不能利用该技术进行可靠的确定。因为对鞭打频率的测量，只能在具有明显的头部侧向位移的轨迹上进行，而应用该技术获得的精子活动宽度较狭窄，精子头部的图像容易重叠，难以识别精子的多次摆动［3］。
由于观察期内，视野内的精子可能离开镜检视野，而视野外的精子可能进入镜检视野，如果仅对穿越视野边缘的精子轨迹计数，则测定活动精子百分比时就会把“出入”视野的因素混入其中，从而无法校正精子活动速度分布。因此，在所有研究中必须采用相同的曝光时间，只有这样，这些研究的资料才有可比性。目前已被接受的标准曝光时间是1秒。后来建立了半自动化系统，该系统可快速准确地测量定时曝光图像精子运动轨迹的长度和宽度。
（3）多次曝光显微摄影法：为了克服定时曝光技术的缺点，1978年，Makler介绍了另外一种应用相差显微镜并结合频闪观测器的照明装置，以评价人类精子活动力的显微摄影法。Makler在光源与视野之间加一个黑盘，上面有6条狭缝透光，在1秒曝光时间，黑盘转一圈，这时精子的运动轨迹就成了6个连成串的亮圆圈。这种多次曝光显微摄影法可显示在1／6秒间隔内精子序贯位置；图像中“六环链”被用以区分活动精子与非活动精子，并可用以计算各个活动精子的运动速度［3，26，27］。由于该方法是使用Makler池进行测定的，故精子的浓度也可测定。多次曝光显微摄影法系统（MEP）已为许多研究所采用，该系统现已发展成为一种半自动化方法。
在精液分析方面，多次曝光显微摄影法能提供活动精子浓度值（但如前所述受到Makler池的限制）与活动精子的百分比。而就精子运动特征而言，通过测量六环链中精子头部前后位置的直线距离只能得到直线速率。利用六环链中两相邻精子头部的直线距离，则仅能得到平均路径速率（VAP）的近似值。多次曝光显微摄影法对于测量曲线速率（VCL）、精子头侧摆幅度和鞭打频率，既不能提供充分积分的轨迹，也不能提供快速抽样的轨迹。鉴于精子头侧摆幅度的明显的生理和临床意义，显然定时曝光显微摄影是一种更好的方法。
（4）显微电影摄像术：一般是对单个精子摄影，追踪2秒，可以得到较准确的数据。在根据电影胶片（或录像带）再现精子运动轨迹时，究竟应该用精子头－中段结合部还是精子头质心依然存在着争论。但是大多数的研究工作均应用了精子头质心。看来这显然是最为适合的方法，特别是当应用计数图像分析技术根据电影胶片和录像带来重现精子运动轨迹时。尽管由显微电影摄像术产生的空间影像和时间消退均较现有的显微录像技术产生的要好，但设备复杂、成本昂贵、使用不便，后来或多或少被显微摄像技术所取代［3］。
然而，它也证实了这样一种观点，形态正常的精子运动速度比不正常者要快，而两种精子尾部的摆动则没有区别。这说明精子头形态异常引起的流体动力学改变是导致妊娠率下降的原因［27］。该法用于研究精子活动力已有半个世纪，采用显微电影摄像术研究人类精子的运动特征，这基本上构成了以后所有关于人类精子运动特征研究工作的基础。
（5）显微摄像技术：20世纪80年代初，Katz和Qverstreet［3］首次报道应用显微摄像术（Videomicrography）评价人类精子活动力。这种方法依靠手动放映装置分析录像带，从而得出活动精子的百分比和直线速率。应用此方法，可以同时对精子个体进行形态学评价，并已证明：①同一精子样品中，与形态正常的精子相比，形态异常的精子更有可能是无活动力或活动力弱的精子；②与有生育力男子相比，不育男子射出的精液中，形态学正常的精子中出现活动精子的概率相对较低，且游动也更慢［3］。
该方法尚不能与精子活动力自动化分析系统结合起来以提供“形态－活动力评估”，但在尚未拥有昂贵的自动分析仪的实验室里半自动化系统仍有其用武之地。
显微摄像技术通过录像记录分析精子活动力和运动特征，从最初的Katz和Qverstreet“牛眼法（bulls－eye）”开始已经走过了一段很长的路程。对于活动的精子，可通过画面追踪来重现其在一定时间内的运动。计算机化精子活动力分析系统可自动再现精子活动轨迹并可获得其运动特征。
曲线轨迹长度可用一个曲线表或地图尺进行手工测量。从轨迹的两端开始，所得的两个值进行平均，曲线表也能用来测量肉眼可见的整个轨迹中线或平均轨迹的长度。直线轨迹长度可用直尺测量轨迹的起点和终点之间的距离计算出来。精子头侧摆幅度（ALH）的测量既可用平行尺（通常沿着再造轨迹取三点），也可通过以下方法获得：即精子头部偏离平均轨迹的顶端连至与该顶点相邻平均线的距离。这一测定可以在重建轨迹后在每个波上重复进行。然后将测得值平均即获得精子头侧摆幅度之均值，或取其最高测量值作为精子头侧摆幅度最大值。如果精子头侧摆幅度是通过测量精子头部侧向运动顶点与平均轨迹之间的距离获得的，那么其平均值或最大值乘以2就代表整个轨迹的宽度。根据曲线轨迹与单位时间穿过平均轨迹的次数即可计算鞭打频率。至于平均轨迹则可用多种方法获得，包括几何连接法（geometric contnection）和五点平均拟合法（5－pointrunning average smoothing）［3］。
（6）激光光散射测量法：利用氦－氖激光发生器发射的激光束，活动精子经过滤光片衰减后的低能量光束时发生光散射；根据光学多普勒效应，精子活动速度决定的散射光强度以不同频率传播，从而得出相应的光谱。通过在偏离激光束11°角的针孔透镜收集光波并进行频谱分析，可以得到精子运动速度平均值及速度分布函数等运动指标，这样可以无害地同时对数百个精子运动速度进行实时、在线的现场评价［26～28］。
宋传琳等在20世纪90年代已经开始研究该方法，经过1 000多例临床研究，证实了正常人精子运动速度平均为35μm／s；多数不育病人的精子运动速度偏低，平均为31μm／s，低于28μm／s者可认为精子活力不正常［28］。该方法设备简单、技术成熟，已得到较广泛应用。然而，该方法只能测量精子运动指标，不能得到精子形态及运动姿态等参数。
（7）精子质量分析仪（sperm quality analyzer，SQA）：是一种新兴的精液分析系统。它利用光电比浊原理和特定数学模型对较大样本量精液进行自动检测，是一款结合光学检测和内置计算机处理系统的紧凑型分析仪。它利用检测光通过精液时，精液中的精子、细胞、颗粒等产生不同的衍射或散射光信号，经仪器收集、分析其信号特点，根据特定的数学模型，计算出精子活力指数（sperm motility index，SMI），并据此计算精子密度，分辨不同活动程度的精子［29，30］。参照世界卫生组织《人类精液及精子－宫颈黏液相互作用实验室检验手册（第四版）》的标准进行分类计数，分别给出a，b，c，d级精子的相对数和绝对数［30］。SMI可分为3档：1～80为差；81～160为中等；＞160为好［31］。国内外报告显示，SMI与活动精子密度及其他一些精液参数有良好的相关性［32，33］。此外，SQA还可以给出总精子密度、精子活动率及正常形态精子百分率等参数。由于该仪器简便、易操作、快速，可以在较短检测时间内准确地获得精液各项主要参数，已被多个国家和地区用于实验室诊断。
5．3．4 计算机辅助精子分析系统
（1）CASA原理：传统的精液分析操作复杂、工作量大，而且往往带有很大的主观性，不同的技术人员分析的结果有时相差甚远，对精子运动能力的判断缺少严格的量化指标。计算机辅助精子分析（computer－aided semen analysis，CASA）是20世纪80年代后，随着计算机技术和光学技术发展起来的新技术，现已逐步应用于男科实验室精液的常规分析。其基本原理是：在显微镜检验的基础上，利用电子计算机图形分析技术，在瞬间捕捉计数池中精子的静态图形，根据精子的形态参数，分辨出精子和非精子，计算出单位体积中的精子数，计数精子密度；并利用连续捕捉图像的功能，在单位时间内连续捕捉数帧至数十帧连续的精子静态图像，进行叠加后，分析单位时间内的精子位移关系，模拟出精子运动轨迹；根据轨迹经计算机处理和分析，得出一系列运动参数来反映精子的运动能力［34，35］。
（2）CASA组成：CASA系统主要由以下几部分组成［36］：①显微成像部分，由相差显微镜、恒温箱和专用计数板（Makler板、Macro板或MieroCell计数池等）组成；②光电图像转化部分，由高速高分辨率摄像机和电视监视器组成；③计算机分析处理系统，进行图像处理和分析，是CASA的心脏部分。目前商品化的CASA系统有Cell Soft系统（Cryo Research公司）、HTM系统（Hamilton－Thorn Research公司）、Cell Track系统（Motion Analysis公司），国产有WLJY－9000型彩色精液质量检测系统等［15］。
（3）CASA应用存在的问题：应用CASA分析精子运动参数，如欲把精子按运动能力分类或在一份标本中做变异性及其他分析时，至少需要追踪200个活动精子，如有可能最好追踪400个。实验设计者应力图使每份标本被分析的精子数目标准化。
CASA系统识别精子是根据人为设定的参数来判断的，即将对比灰度和阈值调整到可将精子全部识别而不采集卵磷脂小体等非精子微小颗粒的环境，从而在图像上可以清楚地看到哪些精子被分割出来。对于系统标记为精子的非精子成分，如精原细胞、白细胞和非细胞颗粒等，需要人为计数后输入到原细胞数一栏，系统会在分析时自动将这一部分舍去。因此，其准确性不仅受精液中的细胞和非细胞颗粒的影响，且还与灰度和阈值设置有密切关系［37］。由于CASA系统参数的设置缺乏统一的国际标准，不同厂商和型号的CASA分析结果可比性就成为问题。
在计算精子活动率时，精子只有产生一定的位移，CASA才认可精子的活动，而原地摆动的精子则被判为不活动精子，使测出结果低于实际值［38］。CASA测定的是单个精子的运动参数，缺乏对精子群体的了解。所以WHO仍推荐显微镜的直接目测检测精子的密度、精子的活动率。
CASA在临床中的应用，改变了传统繁琐的手工操作方法，提高了检验质量，是精子动力学分析技术领域中的里程碑式的突破。CASA具有客观、高效、高精度的特点，尤其能分析与精子运动能力相关的多种参数。然而影响其准确性的因素还很多，如系统阈值、灰度的调整；原细胞的计数；检验人员对仪器性能的熟悉程度；仪器日常的质量控制等。
（4）计算机辅助精子分析系统质量控制：计算机辅助精液分析（CASA）具有客观、高效、分析项目多、操作简便等优点，而且近十几年随着计算机技术的发展，CASA越来越完善，应用也越来越普及，因此，CASA的质量控制也显得越来越重要。同一般精液分析一样，CASA的检测结果受许多因素的影响，这些因素主要出现在分析前、分析中、分析后3个重要环节，下面拟从这几个方面对CASA的质量控制进行简单阐述。
1）分析前质量控制：是指从医师发出检验申请单至标本送至检验科或检验员期间的质量控制，是整个分析过程的基础，影响到最终的检测结果［39～42］。
a．禁欲时间：标本采集前，受试者应禁欲2～7天［2］。禁欲时间对精液分析的影响较大，禁欲时间过短，容易导致精液量过少，精子密度和精子总数偏低；禁欲时间过长，会导致畸形精子数增加，精子活动力降低［39］。初检者应做2次精液分析，一般要求2次精液采集的间隔应＞7天，不能超过3周［2］。
b．采集方式：最好用手淫法。受试者通过手淫取精液后，置于干净的广口杯内送检；取精液困难者可使用特制避孕套法取精液，普通避孕套因含有润滑剂和杀精子药物不可用；电振法或前列腺按摩法用于不能自行排精者，需要医师帮助。不可采用性交中断法取精液，因为射精最初部分可能丢失。无论使用何种方法，精液采集一定要完整，否则精液分析就不准确了［39］。
c．送检时间：精液采集后应在送检单上记录精液射出的精确时间，及时送检，最好在30分钟内送检。送检时间过长，则无法准确判断液化时间，还会导致精液检测的各项结果偏低。
d．送检温度：精液采集后应注意保温，以20～40℃为宜；最好保持在37℃左右，一般标本采集后置于37℃恒温水浴箱。温度过高或过低均会影响精子的活力，影响检测结果。
e．信息记录：精液分析送检单应写明受检者姓名、禁欲时间、标本采集日期和精确时间、采集是否完整，以及送检时间等。
f．患者检测前准备：受试者检测前应保持平时生活状况，不进特殊食物饮料、不做剧烈运动、不使用药物等。
g．检验人员培训：检验人员除了掌握精液的组成、性状、各种参数的技术知识及相关指标外，还应掌握自己使用的CASA系统的原理、性能和操作方法。
2）分析中的质量控制：主要指严格、规范、正确的实验操作，以及将精液分析仪调试使之处于最佳或正常的工作状态，以保证顺利完成标本的检测过程［39～42］。
a．液化时间：使精液处于37℃的恒温水浴箱内充分液化。正常精液在离体30分钟后开始液化，若超过60分钟仍不液化，可直接以精液不液化报告。液化不充分将使精子活动力下降。对60分钟液化不全的精液，可采用一定的方法使其液化。
b．检测时间：液化的精液应立即检测，时间过长则会导致精子存活率及活动力降低。
c．检测温度：由于精子的运动特征对温度敏感，温度过低将使精子活动力下降，故检测过程中实验室温度应维持在20～40℃，且检测过程耗时不宜过长。另外，应提前开启显微镜电源，使显微镜载物台预热。
d．标本制备：将彻底液化的精液轻轻充分混匀，使精子分布均匀，用加样器吸取5～10μl于干净的专用精液计数池（板）上，注意滴加精液的量，使盖上玻片后精液充满计数池而不溢出池外。
e．显微镜调节：精液检测使用的是相差显微镜。调节显微镜光源及光栅使背景呈灰白色；调节载物台使精子头部呈黑色。
f．排除杂质：当精液中混有与精子形态大小相似、灰度相同的杂质时，计算机系统不能自动识别和消除，可通过适当参数值调节从计算机软件系统剔除杂质；若计算机软件无法剔除杂质（或部分指标），用手工剔除。
g．选取视野：应捕捉5～10个不同视野进行分析，检测时不可只在计数池的某一个区域进行，应在整个计数池内选择几个有代表性的视野，拍摄并保存最具代表性的图像。
3）分析后的质量控制：是指标本检测后所有过程，包括检验报告的审核、签发，原始标本处置以及仪器的维护、保养［39～42］。
a．报告的审核签发：检测完成后，需仔细核对检测结果，包括检测对象姓名、年龄等信息；并应结合临床对检测结果进行分析，必要时需与临床医生联系。对异常结果应予重点分析，防止错误出现，对于无精子的患者应重复检测3次以上方可确诊。
b．标本处理：精液标本中可能有致病菌和病毒（如人类免疫缺陷病毒、肝炎病毒等），应视为生物危险品。发出经确认的检验报告后，对应的精液标本应以5%甲酚皂溶液处理24小时，或者以0．1%过氧乙酸处理12小时。
c．仪器的保养：将仪器放在平坦的地板上，避免日光照射，保持仪器表面、显微镜的镜头干净；对电脑进行维护，防止因电脑系统故障而出现误差。建立专用登记本，对每天仪器操作、出现故障及维修等情况进行登记，全面了解仪器的工作状态。
CASA具有可靠性、重复性和稳定性的优点，应用越来越普及，然而其准确性受多种因素影响。由于不同型号仪器、不同操作人员，检测结果的差异也较大，因此，为保证检验结果的准确，对各个环节均要进行全面的质量控制。
现将上述八种方法总结于表5．1。
表5．1 各种精子运动测量方法的用途及优缺点
